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miniprep 보고서

생물 실험 보고서1. 실험제목mini preparation2. 실험날짜2007년 10월 11일 목요일3. 실험목적DNA의 크기차이에 의해 분리하는 방법인 alkaline lysis method를 이용하여 정제된 DNA의 양을 불린다.4. 실험에 필요한 지식 및 이론유전자 재조합은 DNA를 목적에 따라 적절히 자르고 붙여서 유전물질을 원하는 형태로 개조시키는 과정이다. 가장 기본적인 DNA조작기법인 재조합DNA(recombination DNA) 기술은 필요로 하는 외부 DNA단편을 vector라고 부르는 운반자 plasmid DNA분자에 연결시켜 목적으로 하는 DNA부분만 증폭시킬 수 있는 새로운 재조합 DNA를 만드는 것이다. 즉, 제한효소를 사용하여 목적 DNA와 plasmid DNA를 잘라 이 두 분자를 ligase를 사용하여 연결시키는 것이다. 이렇게 반응시킨 DNA용액을 대장균에 형질전환 시킨다. 이 때 원하는 DNA분자가 만들어졌는지를 조사하기 위하여 형질전환체 중 여러 colony를 후보로서 택하여 형질전환체 내에 들어있는 plasmid DNA를 조사하여야한다. 이 때 plasmid DNA분리에 사용되는 preparation(of plasmid DNA) 방법은 많은 후보를 빠른 시간에 분석하는데 유용하게 사용되어진다.주로 minipreparation(mini prep.)이라고 부르는 이 방법은 plasmid DNA를 소량 분리하는 방법이다. 여러 가지 방법이 있지만 가장 보편적으로 쓰이는 방법이 Alkaline lysis method이다. 기본적인 원리는 세균의 cell wall과 cell membrane을 부수고 DNA만을 분리하는 것이다. 이 때 중요한 것은 세균이 원래 가지고 있는 chromosomal DNA와 plasmid DNA를 구분하여 분리하는 것이다. 이 둘은 모두 DNA이므로 성질이 비슷하여 구분하여 분리하기가 쉽지 않다. 단, chromosomal DNA는 분리과정에서 linear형태가 되고 크기가 커서 대부분 침전의 형태로 제거될 수 있어 이 방법으로도 100ng-5ug의 plasmid DNA를 얻을 수 있다. 이 방법으로 추출한 DNA는 소량이나 enzyme처리나 size확인, sequencing, transfection 등의 실험이 가능하며 2시간 이내에 30samples 이상의 DNA 분리가 가능하다.● 이론1. 세포벽을 깬다. 이 때 세포막은 유지되도록 한다. 세포벽을 군데군데 무너뜨리는 물질은 EDTA이며, 이 때 sucrose나 glucose가 첨가되어 세포의 형태를 유지하도록 한다. 때로는 lysozyme을 쓰기도 한다.2. 세포막을 조심스럽게 깨서 크기가 큰 chromosomal DNA가 너무 잘게 조각나는 것을 방지하면서 용액에 DNA를 노출시킨다. SDS라는 detergent가 세포막을 녹여버리면서 안에 있던 세포 내용물이 용액으로 흘러나오게 된다. 이 때 바로 alkaline 용액에 노출된 DNA는 denature된다. 그러나 크기가 작은 supercolied plasmid DNA는 잘 denature되지 않는다.3. pH를 급격하게 7.0까지 복구시키면 크기가 작고 supercoiled form을 유지하고 있던 plasmid는 비교적 renaturation이 잘 되지만 chromosomal DNA는 renature되지 못하고 엉기게 된다. 이렇게 엉긴 chromosomal DNA를 원심분리로 제거한다. 우리가 얻고자 하는 plasmid DNA는 상층액에 존재하게 된다.5. 실험 재료 및 기구buffer AND solutionLB medium, alkaline lysis solutionⅠ,Ⅱ,Ⅲ , ethanol(70%, 100%)1. Solution Ⅰ(stored at 4℃)50mM Glucose; 25mM Tris-Cl(pH 8.0); 10mM EDTA(pH8.0)2. Solution Ⅱ(freshly prepared)0.2N NaOH(freshly diluted from a 10N stock); 1% SDS3. Solution Ⅲ(stored at 4℃)5M CH3COOK 60㎖; Glacial acetic acid 11.5㎖; H2O 28.5㎖마이크로 피펫(200㎕, 1000㎕)원심분리기1.5㎖ 튜브 4개5㎖의 배양액(이미 single colony를 접종하여 37℃에서 overnight 배양한 후, microfuge로 옮긴 후에 4000rpm으로 5분간 원심분리 한 다음 상층액을 버리고 침전물만을 모은다. )6. 실험방법1. 5㎖의 배양액에 100㎕의 차가운 solutionⅠ을 배양된 세포가 들어있는 tube에 넣고 vortex하여 침전물을 완전히 현탁 한다.2. 200㎕의 신선한 solutionⅡ를 넣고, tube를 조심스럽게 여섯 번 위 아래로 위치를 바꾸면서 섞어주고 얼음에 보관한다. (절대 vortexing하지 않는다!!)3. 150㎕의 차가운 solutionⅢ를 넣고 살짝 섞어준 뒤 얼음에 3-5분 정도 보관한다.4. 원심분리(12,000rpm for 10min)하여 DNA solution과 cell debris를 분리시킨 다.5. 상층액(DNA solution)만 450㎕를 조심스럽게 새로운 tube로 옮긴다.6. phenol extraction(페놀:클로로포름:아이소민알콜=25:24:1) 450㎕를 튜브에 넣는다.7. 상층액의 2배양의 ethanmol을 넣어 vortex로 섞어주고 상온에서 2분 둔다.8. 원심분리(12,000rpm for 10min)한다.9. 상층액을 200㎕ 뽑아낸다.10. 뽑아낸 상층액에 400㎕의 ethanol(100%)을 넣고, 섞은 후, 상온에 2분 둔다.11. 원심분리(12000rpm for 5min)한다.12. 침전물에 차가운 1㎖ ethanol(70%)를 넣고 원심분리(12000rpm for 5min)하여 침전물을 씻어준다.13. 조심히 ethanol을 제거한다.7. 실험결과사실 이 실험에서 따로 실험결과라고 할 수 있는 것은 따로 없다. 하지만 우리 조는 실험방법 13부터 다른 조에서는 일어나지 않은 다른 결과가 일어났다. 바로 침전물이 전혀 생기지 않았다.8. 결과 분석우리 조는 다른 조와 다르게 실험 13부터 침전물이 생기지 않았다. 그 결과 이 실험은 실패라고 할 수 있다.9. 토의침전물이 생기지 않은 데에는 많은 요인들이 존재한다. 먼저, 실패의 가장 가능성 있는 요인으로 colony를 잘못 고른 것을 둘 수 있다. 형질전환 한 후의 결과는 ampicillin 저항성 유전자가 포함된 플라스미드가 없는 경우와 ampicillin 저항성 유전자가 포함된 플라스미드가 있으나 recombinant gene이 플라스미드에 없는 경우와 ampicillin 저항성 gene과 recombinant gene이 플라스미드에 있는 경우 세 가지로 나눠 볼 수 있다. 처음 결과는 물론 colony를 생성하지 못하고, 뒤의 두 가지 결과는 colony를 형성할 수 있다. 따라서 ampicillin이 포함된 배지에서 길러 콜로니를 형성하는 대장균은 유전자가 세포 안으로 들어가긴 하였으나 모두 recombinant gene이 플라스미드 안에 있다고 볼 수는 없다는 것이다. 그 중에서 우리 조는 recombinant gene이 플라스미드 안에 들어 있지 않은 colony를 선택했을 가능성이 꽤 높다. 더군다나 single colony를 취하였기 때문에 더욱더 확률은 높다. ‘3~4개의 colony를 취하였으면 어땠을까?’ 하는 것이 나의 의견이었다. 중간실험과정에서 한 가지 마음에 걸렸던 점이 있었다. 실험방법 2에서 solution Ⅱ를 넣고, 6번 흔들어 줄 때 뿌옇게 나타나야 하는 것으로 알고 있었는데 그다지 뿌옇지는 않았다. 여기서부터 우리의 배양액에는 DNA가 거의 없었다는 것을 암시 할 수 있었다. Ethanol precipitation의 원리는 ethanol을 첨가하면 물은 극성을 적게 띠게 된다. 따라서 DNA는 극성분자이므로 물을 피하기 때문에 침전된다. 덧붙이자면 염도 같이 있을 경우 charge를 띄어 뭉치는 것을 도와준다. 그래서 DNA는 적당한 salt(염) 농도와 적당한 alcohol 농도 하에서 침전된다. 그래서 추가로 염을 넣으면 더욱더 DNA의 침전이 더 빨라진다. 보통 ethanol과 sodium acetate를 조합으로 쓴다고 한다.

공학/기술| 2009.02.26| 4페이지| 1,500원| 조회(936)

miniprep, 공학생물학

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밀크로션 및 향수의 제조 실험결과보고서

1. 실험 결과 및 검토① 밀크로션 제조NORaw materialsWT(g)Source(g)1p-water326.4326.42MPB0.80.793TEA44.14Allantoine0.60.615Glycerine2020.06L-arginine0.60.67Grape seed oil1212.088sweet almond oil44.19SA-176141410Cetanal5.65.6211Cerapyl 4244.84.8112Silicone Fluid 10022.0513Hyauronic Acid(1%)44.014Essential oilLavenderRoseLavender : 25dropsRose : 3 dropsLavender : 25dropsRose : 3 dropsTotal400400.035위와 같은 레시피를 가지고 밀크로션을 제조하였다. 결과 하얀색의 질감과 향이 좋은 밀크로션을 만들 수 있었다.② 향수 제조다음과 같은 레시피를 가지고 향수를 제조하였다.No분류성분명(항명)조제함량(방울)비고1가용화제에탄올12ml가용화 용도2에센셜오일Rose2방울Base Note3에센셜오일Lavender4방울Middle Note4에센셜오일Chamomile3방울Middle Note5에센셜오일Majoram2방울Middle Note6에센셜오일Bergamot2방울Top Note결과 아주 좋은 향수를 만들 수 있었다. 우선 내가 제작한 향수를 부향률 별 향수의 종류로 따져보면, 부향률은 약 10%로 ‘Eau de toilet'에 포함되었다. 그리고 남자와 여자 모두 사용할 수 있는 기쁜 느낌이 드는 향수를 만들 수 있었다.2. 결론① 밀크로션 제조밀크 로션 제조는 성공적이었다. 각 조의 밀크로션의 상태는 거의 동일했다. 상태는 우유빛이 도는 액체 상태였고, 유화가 잘 되었으며 촉감은 꽤 촉촉하고 부드러웠다. 다만 향에 차이가 있었는데 강사님의 평가를 들어보면 이번에는 다른 조의 밀크로션의 향이 제일 조화롭다고 하셨다.이번 밀크로션의 향은 Lavender 25방울, 로즈 3방울을 사용해 보았다. 지 오히려 매우 강한 Paturi의 향을 좀 더 약하게 만들 수 있어서 좋게 만든 밀크로션인 것 같다.② 향수 제조향수 제조는 매우 성공적이었다. 강사님의 평가에 의하면 내가 만든 향수는 강사님이 잘 만들었다고 생각되는 4가지 향수 안에 포함되었다. 그리하여 추가점수도 받게 되었다.제작한 향수의 컨셉은 남자, 여자 모두 사용할 수 있는 향수로, 향을 맡으면 기뻐지는 효과가 있게 만드는 것이었다. 매우 많은 에센셜 오일들의 향을 맡아보면서 어떤 것으로 할지 고민도 꽤 했었지만, 내가 조사했던 자료들과 강사님의 조언을 합쳐서 Top Note에서는 Bergamot 2방울, Middle Note에서는 Chamomile 3방울, Lavender 4방울, Majoram 2방울을 Base Note에서는 Rose 2방울을 선택했다. 그리고 향수를 만들때에는 에탄올은 먼저 넣은 후, Base Note, Middle Note, Top Note의 순서대로 처방했고, Middle Note의 경우에는 양이 많은 Lavender부터 처방하여 적은 순으로 넣었다. 그리고 마지막에 Top Note인 Bergamot을 처방하였다. 각각의 에센셜 오일을 처방하면서 직접 향을 음미해 보면서 향수를 제조했다.이렇게 만들어진 향수는 남자, 여자 모두 사용 가능하고 향을 맡으면 기쁜 느낌이 들도록 하는 효과가 있는 것 같았다. 매우 좋은 향수였다. 매우 좋은 향수를 만든 결과 부상으로 ‘ABSOULTE ESSENTIAL’사에서 만든 에센셜 오일인 ‘Headache Ease’와 ‘Anti-Stress’를 받을 수 있어서 한 층 더 좋았다.3. 제시된 문제풀이① 유화(에멀션화)의 방법에 대하여 기술하라.)에멀젼의 조제법과 관련된 분류방법은 오래전에 Becher 에 의해 계면활성제의 첨가방법에 따라 분류되는 방법이 있다.(1) agent in oil 법계면활성제를 먼저 유상에 첨가하고 거기에 수상을 가하는 방법이다. O/W형 에멀젼의 조제에 적당한 방법이다.(2) agent in water 법계면활성제를 활성제에 수상과 유상을 교대로 소량씩 교반하면서 첨가하는 방법이다. 화장품 에멀젼의 제조에는 (1), (3)의 방법이 많이 사용되지만 (1)의 agent in oil 법 에서 O/W 에멀젼을 조제하는 경우 계면활성제를 유상중에 용해시키고 거기에 천천히 수상을 첨가하면서 교반한다. 연속상인 유상으로부터 물로 역전되는 소위 반전유화법에 널리 이용된다.● 반전유화법이 방법은 유화제로서의 계면활성제를 유상중에 용해시키고 거기에 천천히 수상을 첨가하면서 교반하는 방법이다. 연속상이 유상으로부터 물로 반전시켜 O/W 형 에멀젼의 만드는 방법이지만 실제로 다음과 같은 요인이 영향을 주어 재현성 있고 안정한 에멀젼을 만들기가 어렵다.1) 친유성 계면활성제와 친수성계면활성제의 종류와 비율2) 유화온도3) 교반조건4) 수상의 첨가속도OO는 각종 비이온활성제를 이용하여 균일하고 미세한 유화입자를 가진 O/W 형 에멀젼을 얻는 반전유화법의 메커니즘을 검토했다. 여기서는 균질하고 미세한 O/W 형 에멀젼의 생성법의 하나로서 가용화 => 라멜라 액정 => O/D(계면활성제中油) 형 에멀젼 => O/W 형 에멀젼의 각 스텝을 차례로 밟아가며 기술했다. 실제 반전유화법을 응용한 경우에는 여러가지 연구가 있지만 예를들면 제1공정은 W/O형 에멀젼을 만들 때 유상에 이온성 계면활성제와 다가알콜을 가하기도 하고 제2공정은 수상으로 연속상의 반전유화와 관련해서 수중에 젤라틴 또는 당류를 존재하게 하여 안정한 에멀젼을 생성시킨다. 이와같은 O/D형 에멀젼 영역을 통과시키는 것에 의해 油와 계면활성제간의 계면장력이 油와 물과의 계면장력보다 훨씬 저하되기도 하고 입자방울을 보다 미세하게 하는 것이 가능하다고 한다. 이러한 방법과 관련해서는 물의 첨가속도에 충분한 주의가 필요하지만 비교적 재현성 있는 보다 안정한 O/W 형 에멀젼을 얻을수 있다. 이 유화법은 액정상을 경유하므로 액정유화법이라 불린다.● 계면활성제 (D) 상 유화법반전유화법에서는 계면활성제의 선택, HLB 의 조제등에 시간이 걸리지만 보O/D 형 겔상 에멀젼을 생성시킨다. 제2스텝은 겔에멀젼에 물을 첨가하고 연속상을 계면활성제상으로부터 물로 변화시켜 O/W 에멀젼을 만드는 스텝이다. 이 방법의 특징은 반전유화법에서 생성된 딱딱한 구조의 헥사고날상과 라멜라 액정영역을 감소시키거나 또는 소멸시켜 다음으로 계면활성제(D) 상을 만들고 여기에 유상을 먼저 첨가하는것으로부터 O/D 형 에멀젼을 손쉽게 형성시키는 제2스텝으로 안정한 O/W 형 에멀젼을 만드는 점이 있다. 게다가 미세한 유화방울을 가진 O/W 형 에멀젼을 얻으려면 가능한 계면활성제의 HLB값이 폭넓은 것이 좋다.● 전상온도(PIT) 유화법이 방법은 비이온계면활성제의 HLB가 온도에 의해 변화되고 온도가 올라가면 친수성으로부터 친유성으로 변하는 것을 이용한 것으로 OO에 의해 최초로 제안된것이다.비이온계면활성제는 온도 상승과 동반하여 상대적으로 친수성에서 친유성으로 이행되고 유화형도 O/W 형에서 W/O 형으로 전상된다. 유화형이 변화되는 전상온도(PIT) 근처에서는 유상, 계면활성제상, 수상의 3상영역부근의 계면장력이 최저가 되기 때문에 이 온도에 근접하여 유화로 미세한 O/W 형 에멀젼을 조제하고 단번에 유화의 안정감 있는 저온까지 온도를 내려 미세하고 안정한 유화를 얻는 방법이 있다.● 아미노산 겔 유화법이 방법은 態野 에 의해 개발된 안정한 W/O 형 에멀젼 조제법이다. 아미노산 또는 이것의 염의 수용액을 화학구조상 일정한 조건을 가진 친유성 계면활성제중에 혼합시키면 외상에 계면활성제, 내상에 아미노산 또는 이것의 염의 수용액을 내포한 겔상의 것이 생성되었다. 이 겔을 유상중에 분산시켜 그 중에 수상을 가해 유화시키면 폭넓은 범위에 걸쳐 물을 함유하여 특징있는 안정한 W/O 에멀젼을 얻을 수 있다.● 물리적 유화법물리적 유화법으로서는 호모믹서가 폭넓게 이용되지만 입자 사이즈가 1㎛ 이하, 예를 들면 서브마이크론입자의 조제에는 한계가 있다. 필자는 현재 범용되는 통상의 호모믹서와 이것보다도 파괴효과가 높은 초음파 호모믹서, 거기에 고 및계면장력과의 관련을 보여준다. 파괴효과는 높은순으로부터 차례로 고압 호모믹서 => 초음파호모믹서 => 호모믹서 등 이지만 이 경우 계면장력은 계면활성제를 10 wt% 첨가한것도 4mN.m-1 까지 저하되지 않는다. 이 때문에 파괴효과가 작은 호모믹서로서는 입경10㎛정도의 조대 에멀젼이 얻어지기 어렵지만 고압호모믹서, 초음파 호모믹서에서는 계면활성제 농도 0.32wt% 이상에서 계면장력이 충분히 저하되지 않아도 입경 1㎛이하의 미세에멀젼이 가능하다. 각종 계면활성제에서 유화된 에멀젼의 입자로서 호모믹서, 초음파호모믹서, 고압호모믹서의 파괴에너지를 비교 계산하면 호모믹서 : 초음파 호모믹서: 고압호모믹서 = 1: 1700 : 6400 이 되고 3가지의 유화장치중에서 고압호모게나이저가 가장 파괴효과가 크다. 천연계계면활성제의 水添레시틴(레시놀-S-10), 및 사포닌 (무크로지엑기스파우더) 의 경우 계면활성제 농도 1wt%로 계면장력이 水添레시틴에서 약16mN.m-1, 사포닌에서 약6mN.m-1로 계면장력이 저하되기 때문에 단독으로는 양호한 에멀젼을 얻는데에 어려운 점이 있다. 그러나 천연계 계면활성제와 같이 고압호모게나이저를 이용하는 경우는 0.1wt%가 채 안되서도 10wt%의 유동파라핀을 입경 1㎛이하의 미세에멀젼에 유화시키는것이 가능하다. 또한 이 에멀젼의 입경은 25℃, 1개월간 보존으로 대부분 변화된다. 기계적 교반과 액정유화법에 의해 유화된 에멀젼의 입도분포를 비교한 것이다. 액정유화법에 의한 에멀젼은 호모믹서와 초음파 호모게나이저 보다도 미세하고 분포가 좁지만 이보다도 고압 호모게나이저로 유화된 에멀젼은 더 미세하고 좁은 분포를 가지는 것으로 알려졌다. 액정유화법은 단순교반에 의해 섞어주는 에너지로 종래의 유화장치보다도 미세하고 입경분포가 좁은 에멀젼을 조제하는 것을 특징으로 한 유화법 이지만 이 방법도 함유된 물리화학적인 특성을 이용한 유화로 미세 에멀젼을 형성한 계의 조성이 한정 되어지고 또한 물의 첨가방법등 유화조건을 정확하게 실행하는 것이 어겠다.

공학/기술| 2009.02.26| 6페이지| 1,500원| 조회(804)

향수, 화학공학실험, 밀크로션 제조, 향수 제조

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풍력 발전 실험 태양광 발전 실험결과보고서

1. 실험 결과 및 검토◎ 1kW 풍력발전 실험● 자료 분석그림 평균 풍속Average SpeedDevice: 00745Site:DongmagBeachStartTime: 00:00 2008년 11월 1일 토요일FinishTime: 19:00 2008년 11월 13일 목요일TotalTime: 12 days 19 hrsRecordInterval: 60 min.Notes: 200811BinSize: 1.0 m/sMinValue: 0.0 m/sMaxValue: 5.0 m/sValuePercentTotal(m/s)Totalhr098.329210.7220.3130.3140.31500표 Average Speed그림 1과 표 1은 11월 1일 0시부터 11월 13일 7시까지의 풍력발전기가 설치된 지점에서의 평균 풍속을 나타내는 자료이다. 위 자료를 통해 전체의 98.3% 동안 바람이 불지 않았고, 가장 빨랐던 풍속은 5m/s임을 알 수 있다.그림 Average Speed (± 1 Std. Dev.)Average Speed (± 1 Std. Dev.)Device: 00745Site:DongmagBeachStartTime: 00:00 2008년 11월 1일 토요일FinishTime: 19:00 2008년 11월 13일 목요일TotalTime: 12 days 19 hrsRecordInterval: 60 min.Notes: 200811HourAverageStd Devof Day(m/s)(m/s)*************00500600700800.190.**************************1600.1170.20.5180.20.8190.10.220002100.12200.12300표 Average Speed (± 1 Std. Dev.)그림 2와 표 2를 통해 Average Speed (± 1 Std. Dev.)를 알 수 있다. 즉 결과를 분석해 보면, 오전 9시경과 오후 7시 경에 바람이 많이 불었다는 것을 알 수 있다.그림 . Wind RoseWind RoseWind SpeeMWh/ 년간주요시설 - 풍력발전기 24기, 변전소 1동, 송전선로, 홍보관 등추진배경우리나라는 에너지 해외의존도가 97%로 대부분의 에너지를 해외수입에 의존하고 있는 실정 이다. 오늘날 사용하고 있는 화석연료 (화력,원자력)는 환경유해물질의 배출이 날로 심각해서 주민들로부터 외면을 당하고 있으며 미래의 대체에너지사업으로 가장 친환경적이고 청정 에너지가 각광을 받을 것으로 생각되어 이 고장이 사계절 바람이 많은 것에 착안하여 대체에너지사업 중 풍력발전기사업을 추진하게 되었다.입지여건영덕읍 창포리 지역은 해안을 끼고 있어 사계절 바람이 많아 풍력에너지의 부존량이 풍부하고 이지역은 낮은 야산지대와 동해에 접해있고 1997년 산불로 인하여 산림이 소실되어 산림훼손면적이 적은 이점이 있다.현황/기대효과-현황풍력발전기설치 - 2005.2.25.일부터 현재까지 24기 완료2005.3.21. 풍력발전기 상업운전 개시(24기)-기대효과풍력발전단지 건설로 이색적인 관광지 제공주변 관광지와 연계한 시너지 효과 창출지역인 고용증대로 일자리 제공군유임야 임대로 군세수증대영덕군민이 1년간 사용할 수 있는 전력자체생산(2) 강원도 평창군 풍력 발전단지위치/사업개요위치-강원도 평창군 도암면규모 - 2MW급 풍력발전기 49기사업비 - 1,500억원사업기간 - 2002∼2006시공 - 유니슨(주)발전량 - 약 25만mwh/년추진배경풍력발전의 장점은 설치 기간이 짧은데다 유지·관리비가 거의 들지 않아 대체에너지 중 발전단가가 가장 저렴하다. 전기가 자동으로 생산되고 전기 생산량 파악 등도 컴퓨터 모니터를 통해 확인하도록 돼 있어 상주인력이 필요 없다. 그만큼 비용절감 효과가 크다.입지여건강원도는 풍력발전산업의 활성화를 위해 기업투자 유치에도 적극적으로 나서고 있다. 대관령은 태백산맥을 중심으로 한 해발 900m 이상의 고산지대이자 바람이 많고, 풍향이 남서풍으로 비교적 일정해 풍력발전의 최적지다. 여기에 입지조건이 목장용 초지, 고랭지채소단지, 군사용 작전도로 등이어서 추가적인 환경 훼손이 부장인 Flemming Nissen은 2004년 5월 27일에 코펜하겐에서 개최된 회의에서 “풍력발전기 개발증가에도 불구하고 덴마크의 이산화탄소배출량은 줄지 않고 있다고 언급하였다. 덴마크정부의 국립 환경 연구원(Danish National Environmental Research Institute)의 2003년도 보고에 의하면 온실가스배출량은 2002년도에 비하여 7.3% 증가하였다.독일의 에너지청(German Energy Agency)은 2005년 2월에 다음과 같은 연구결과를 발표한 바 있다. 이론적인 온실가스배출량의 감소효과는 단순히 기존의 화석연료발전소에 필터를 설치함으로써 훨씬 더 많이 감소시킬 수 있다. 2004년 3월에 발표된 아일랜드의 송전관리자의 연구결과도 이와 유사한데, 대규모의 풍력발전을 이용한 이산화탄소의 감소에 소요되는 비용은 다른 대안에 비하여 높다고 한다.풍력발전이 안정적인 전력공급을 할 수 없기 때문에 기존의 발전시설이 필요할 수밖에 없다. 기존의 발전 설비에 발전량을 추가할 뿐이지 대체할 수는 없다.② 풍력발전을 늘리면 늘릴수록 전기요금은 인상된다.독일 송전시설의 약 3분의 1을 관리하고 있는 Eon Netz는 2004년도 “Wind Report"에 대단위 풍력발전기를 연결시키는데 따른 기술적 문제점에 대한 논의를 싣고 있는데, 풍력발전량은 변동이 심하기 때문에 이를 메우기 위해서는 훨씬 더 많은 예비전력을 보존하고 있어야 한다는 점과, 계절적 수요가 많은 한여름과 혹한기에는 바람이 오히려 약하다는 문제점, 바람에 대한 일기예보가 매우 제한적이라는 점, 추가로 고압송전시설을 필요하다는 점 및 풍력발전의 확대는 송전시설을 더욱 불안정하게 한다는 점 등을 지적하고 있다.현재 풍력발전을 하면 한전에서 1kWh당 108원에 구매를 해준다.그 돈은 어디서 충당하는가? 우리가 매월 지불하는 전기사용료에는 우리의 사용한 전기량과 별도로 전력산업기반기금(전기요금의 4.591%)이 포함되어 있다. 한전에서 그 기금을 모아서 풍력발전이나 태양발전ype) :통상 Geared형대부분의 정속운전 유도형 발전기기를 사용하는 풍력발전시스템에 해당되며 유도형 발전기기의 높은 정격회전수에 맞추기 위해 회전자의 회전속도를 증속하는 기어장치가 장착되어 있는 형태임① 저렴한 제작비용 고신뢰도의 동력전달계 구성② 장기간의 기술적 경험을 바탕으로 신뢰도가 매우 높음③ 보편적 요소기술로서 어느 지역에서도 설계제작이 가능④ 유지보수가 용이하며 부분품의 교체로서 쉽게 성능유지가 가능⑤ 계통연계가 간편하고 용이한 기술적 특성을 지님① 증속기어의 기계적 마모나 이에 따른 유지관리상의 문제② 기계적 소음발생의 원인이며, 고장발생의 주요원인③ 통상 전체시스템의 운전수명인 20년 보다 짧은 8∼10년이내의 운전수명을 지님으로서 유지관리 비용의 상승④ 저출력시 추가적인 보상회로에 의한 역률개선이 필요함가변속운전(variable roter speed type) :통상 Gearless형대부분 가변속 운전동기형(또는 영구자석형) 발전기기를 사용하는 풍력발전 시스템에 해당되며 다극형 동기발전기를 사용하여 증속기어 장치가 없이 회전자와 발전기가 직결되는 direct-drive 형태임① 증속 기어장치등 많은 기계부품 제거가능② 넛셀(nacelle) 구조가 매우 간단 단순해져 유지보수상의 간편성 증대③증속기어의 제거로 기계적 소음의 획기적 저감④ 역률제어가 가능하여 출력에 무관하게 고역률 실현가능① 크고 무겁고 제작비용이 많이 드는 다극형 링발전기가 필요② 다극형 동기발전기 공극이 외기에 노출되어 염해나 먼지등의 부유물에 영향을 받을 수 있으며, 전기적 절연성에 있어서의 안전성 확보가 필요③ 중량이 큰 발전기를 외팔보 형태로 지지④ 장기적 입장에서 인버터등 전력기기의 신뢰도에 대한 검증이 안됨⑤ 인버터등 전력기기의 계통병입으로 고주파등을 발생가능Pitch (날개각) controll날개의 경사각(pitch) 조절로 출력을 제어하는 발전가 (경사도 조절장치는 유압으로 작동.)경사각 조절로 출력을 능동적으로 제어장기간 운전시 유압장치실린더와 회전자간의 기엇이 길래 이러한 문제가 해소 된다고 할까? 제가 현장에서 살펴본 바에 의하면 그렇지 않다라는 것이다. 서지보호기의 문제가 아니라 접지극의 문제가 대부분 첫번째였고 두번째는 접지극의 활용 즉 접지선 계통의 연결이 부정확한 것이 대부분이었다. 서지보호기의 장점은 제한전압 범위 이상이 발생하게 되면 전압안정기 처럼 고전압을 허용전압 이내로 낮춰주는 역활이 있다. 그럼 이때 유입된 고장전류는 어찌 될까? 에너지보존의 법칙상 이 고장전류는 선로를 타고 저항이 낮은 쪽으로 흐르게 된다. 그래서 서지보호기에 접지극으로 연결하는 것을 볼 수 있다. 그럼 접지극이 불량하다면 서지보호기는 어찌될까? 아마도 파손이 일어날 것이다. 실제로 접지전극이 불량한 곳에서의 서지 보호기는 대부분 뇌전류가 유입되면 파손 되거나 감지능력범위 밖에 있는 뇌전류에서는 동작자체가 일어나지 않고 장비만 파손되는 곳이 많음을 확인하였다. 그러면 선로상을 통해 유입되는 각종 서지나 고장전류는 어떤 식으로 피해를 대비하는 것이 좋을까? 서지보호기는 하나의 정수기에서 처럼 필터라고 여기며 설치 운용하는 것이 좋다. 그리고 무엇보다도 중요한것은 접지극과의 계통이 적정하게 이루어 질수 있도록 접지선 계통을 재점검하는 것이 중요하다. 이렇게 하면 선로를 통해 유입되는 각종 서지나 고장전류로 부터 피해를예방 할 수있다. 그런데 담당자들이 주장하고있는 접지저항이 양호하다는 오류는 왜 발생되는 것일까? 대부분 현장에서 보유하고 있는 접지저항 측정기와 측정방법의 문제이다. 건물 신축 당시 건축물 바닥면에 설치한 접지선이 건물의 구조물과 연관되어지고 또한 시간이 흘러서 접지극의 부식이발생하여 접지극이 불량함에도 접지저항 값이 잘 나오는 이유는 접지극이 설치 되어 있는 곳의 접지저항 구역 내에서 측정하기 때문에 실제의 불량한 접지극의 평가에 오류를 범하기 때문이다.③ 기상청 등의 데이터를 이용하여 본인이 사는 지역의 연평균 약 10년정도의 풍황데이터에 대하여 조사해 보고 풍력발전의 타당성에 대해서 서술하시오(경제성, 풍력다.

공학/기술| 2009.02.26| 21페이지| 3,200원| 조회(839)

화학공학실험, 풍력 발전 실험, 태양광 발전 실험

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DNA전기영동실험보고서

생물 실험 보고서1. 실험제목DNA gelelectrophoresis2. 실험날짜2007년 11월 1일 목요일3. 실험목적전기영동에 대하여 이해한다.PCR 처리를 한 DNA와 enzyme처리를 한 DNA에 대하여 전기영동 결과를 예측하고 관찰한다.4. 실험에 필요한 지식 및 이론1) . 전기영동전기영동은 전기장 안에서 하전된 입자가 양극 또는 음극 쪽으로 이동하는 현상을 말한다. 이 때 이동하는 속도는 입자의 전하량, 크기와 모양, 용액의 pH와 점성도, 용액에 있는 다른 전해질의 농도와 이온의 세기, 지지체의 종류 등 여러 가지 요인에 의해 결정된다. 따라서, 어떤 용액에서의 하전된 알맹이의 이동속도는 분자 자체의 성질에 따라서 결정된다. 그러므로 전기영동법은 아미노산, 뉴클레오티드, 단백질 들과 같은 하전된 물질들을 분리하거나 분석하는 데 매우 효과적인 수단으로 이용된다.: 전기장의 세기가 1 volt/cm 일 때 어떤 입자의 이동속도v : 입자의 이동속도, E : 전기장의 세기. q : 입자의 알짜 전하f : 입자의 마찰 저항계수(입자의 크기와 모양의 함수)D : 입자의 확산 계수, k : Boltzman상수 ,T : 절대온도-->이동속도는 입자의 전하량 크기와 모양, 용액의 pH와 점성도, 용액에 있는 다른 전해질의 농도와 이온의 세기, 지지체의 종류 등 여러 가지 요인에 의해 결정< DNA 전기 영동의 기본원리>1) 홈이 파인 겔 만들어 DNA를 홈에 넣고 전류가 겔 사이를 흐르게함2) DNA는 인산기로 인해 음전하를 띠므로 겔의 끝 쪽에 있는 양극을향해 이동3) 마찰력으로 서로 다른 DNA를 분리→ 작은 DNA조각은 용매와 겔 분자들로 부터 작은 마찰력을 받아 빠르게 이동.→ 큰 DNA조각은 큰전류가 DNA조각들을 각각의 크기에 맞게 분리(가장 큰 것은 위에 가장 작은 것은 아래)4) 형광염료로 염색하여 자외선 하에서 봄 마찰력을 받아 천천히 움직임.2) 아가로오스 겔 전기영동법DNA를 분리,정제하여 확인하는 방법으로는 아가로스 겔을 이용하는 전기영 수 있다. 그뿐만 아니라 겔 상에서 DNA는 브롬화에티듐(ethidium bromide)과 같은 형광성 시약으로 처리하면 염색되므로 자외선 하에서 DNA를 직접 관찰할 수 있다.아가로오스 겔을 통한 DNA의 이동속도는 DNA 분자의 크기, 아가로오스의 농도, DNA의 형태, 전류의 세기, 염기 조성 및 온도 등에 좌우된다. DNA는 A,T,G,C가 있고 이들 분자량의 차이에 따라 전기영동이 이루어진다. 게다가 보통 생물의 DNA에는 염기서열의 반복(SSR)이 많은데?이것이 겔 상에서 이동할때도 이동속도에 차이가 생기게 된다.시판되는 agarose는 완전히 순수 분리된 것은 아니며 다른 다당류나, 염, 단백질 등이 혼합되어 있으며, 이런 물질들이 포함된 정도에 따라 전기영동시 DNA가 이동되는 정도나 DNA가 gel에서 분리되는 정도가 달라진다. 따라서 효소 억제제와 nuclease가 함유되어 있지 않으며 ethidium bromide로 염색할 경우 형광의 배경을 극소로 하기 위한 특별히 정제된 agarose를 구입하여 사용한다.Gel의 기능을 유지하면서 낮은 온도에서도 녹을 수 있게 화학적으로 변형된 low melting agarose는 gel에서 쉽게 DNA를 용리할 수 있도록 고안된 것인데 현재는 잘 사용되지 않는다. 또 일부 시약회사에서는 아주 작은 DNA 조각(10∼500 bp)을 분석할 때 이용할 수 있는, 낮은 온도에서 gel을 형성하는 agarose를 시판하고 있는데 이와 같은 agarose는 일반적으로 사용되는 agarose보다는 DNA가 잘 분리되지만 polyacrylamide를 이용하여 얻은 결과보다는 그 분리되는 정도가 낮다. 이러한 gel은 agarose의 농도를 높게 하여 사용하므로(4∼10%) DNA 조각들을 gel에서 용출한 후에 제한효소를 처리하면 효소작용이 억제되는 수가 많다.2)-1. Agarose gel 전기영동시 DNA의 이동에 영향을 주는 요인들① DNA 분자의 크기가 클수록 느리게 이동한다.② Agarose의 농도가 높pen circular DNA의 순으로 빠르게 이동한다.④ 부하되는 전압이 높을수록 이동속도가 빠르다.⑤ 전기장의 방향도 이동속도에 영향을 미친다.⑥ Ethidium bromide는 DNA 이동속도를 15% 정도 감소시킨다.⑦ 전기영동 완충용액의 성분과 이온강도도 전기영동 속도에 영향을 준다.2)-2. Agarose gel 전기영동 실험 시 고려할 사항들① DNA 형태를 알아내기ethidium bromide의 양을 증가시켜 전기영동을 시행하는 것이다. Ethidium bromide의 농도가 증가하면 더 많은 ethidium bromide가 DNA와 결합하게 된다. Supercoiled DNA에서 negative superhelical turn은 차차 제거되고 반지름이 증가하게 되어 이동속도는 느려지게 된다. Superhelical turn이 남아있지 않은 적절한 색소의 농도에서 이동속도는 가장 느리다. 여기에 더 많은 ethidium bromide가 첨가되면 positive superhelical turn이 생기게 되고 DNA 분자는 더 치밀해지며 이동속도는 급속도로 빨라진다. Linear와 open circular DNA의 이동은 DNA가 중성의 전하를 띠거나 ethidium bromide에 의해 굳어지는 경우에 이동속도가 느려진다.② DNA 전기영동시의 전압낮은 전압에서 선형으로 된 DNA 조각의 이동속도는 부하되는 전압에 비례한다. 그러나, 전기장에서 전류의 흐름이 커짐에 따라 높은 분자량을 가진 DNA 조각의 이동속도는 빨라지게 되므로 전압이 올라감에 따라 agarose gel에서 DNA 분리 효과가 감소된다. 2 kb보다 큰 DNA 조각들의 분리를 최대로 하기 위해서는 agarose gel에 5 V/cm 이상의 전압을 부하시켜서는 안된다.③ buffer의 사용전기영동 tank와 gel은 동일한 전기영동 완충액을 사용해야 한다. 이온강도 또는 pH에 약간의 차이만 있어도 DNA 조각의 이동속도에 크게 영향을 주기 때문이다.④ DNA 전기영동용량전기영동할cm 넓이(일반적으로 사용되는 넓이)의 홈 하나당 2 ng 정도라고 한다. 0.5 cm 넓이의 홈에 DNA가 500 ng이상 존재하면 DNA 양이 너무 많아서 DNA 띠가 끌려 선명치 않게 나타나며, 이 현상은 DNA 크기가 클수록 심해진다. 보통 DNA 분자는 0.5 cm 홈 하나당 100∼200 ng이면 분석 가능하다. 시료가 여러가지 다른 크기로 된 많은 DNA 조각들로 구성되어 있을 때(예: genomic DNA를 제한 효소로 절단할 때) 홈당 20∼30 μl의 DNA를 가하여 분석할 수 있다. 한 홈에 가할 수 있는 최대부피는 홈의 3차원적 크기에 따라 결정된다. 예를 들면 일반적으로 사용되는 0.5 cm x 0.5 cm x 0.15 cm의 홈에는 37.5 μl를 가할 수 있다. 그러나, 옆의 홈에 가한 시료와 혼합되는 것을 막기 위하여 gel을 좀 더 두껍게 제조하거나 DNA를 에탄올로 침전시켜 DNA 부피를 줄여서 가하는 것이 좋다.⑤ Gel에 ethidium bromide가 함유되어 있으면 전기영동하는 동안 어느 시기에나 자외선 하에서 관찰이 가능하다. 그러나, gel에 ethidium bromide를 함유시키지 않고 전기 영동한 후 gel을 ethidium bromide가 0.5 μg/ml 포함된 용액에 30~45분간 더 염색하였다가 관찰하는 것이 더 선명한 DNA 띠를 관찰할 수 있다는 이유로 후자를 선호하는 실험자들도 있다. 이 때 탈색 과정은 보통 필요치 않으나, 10 ng 이하의 적은 양의 DNA를 검출할 때에는 결합하지 않은 ethidium bromide가 gel에 묻어 있으면 바탕이 흐려 보이므로 증류수나 1mM MgSO4에 담가 실온에서 20분간 탈색하면 DNA를 더 선명하게 관찰할 수 있다.5. 실험 재료 및 기구전기영동장치gel document system마이크로피펫Tip1% agarose gel0.5×TBEEtbr 용액PCR 처리한 DNA : 1㎕6×sample B(글리세롤+글로모페놀 블루+자일렌) : 2㎕dH2O : 4㎕en동장치에 있는 아가로스 젤 구멍에 수직으로 혼합용액을 투여한다.3) 마이크로피펫을 이용하여 enzyme 5㎕, 6×sample B 1㎕를 잘 혼합한다.4) 미리 준비되어 있는 전기영동장치에 있는 아가로스 젤 구멍에 마이크로피펫을 이용하여 흔들리지 않고 수직으로 혼합용액을 투여한다.5) 약 25분정도 100V 전압으로 전기영동장치를 작동시킨다. 이때 +극과 -극이 혼동되지 않게 잘 설치한다.6) S101에서 gel document system을 이용하여 결과를 살펴본다.7. 실험결과Lane 1 : 1kb marker Lane 2 : positive vectorLane 3 : 1조 PCR Lane 4 : 1조 enzyme cutLane 5 : 2조 PCR Lane 6 : 2조 enzyme cutLane 7 : 3조 PCR Lane 8 : 3조 enzyme cutLane 9 : 4조 PCR Lane 10 : 4조 enzymecut8. 결과 분석우리 1조의 경우 enzyme cut의 경우에는 예상대로의 결과가 나왔지만 PCR의 경우 예상한 것과 결과가 달랐다.Lane 1의 1kb marker는 아래부터 500bp, 1kbp, 1.5kbp, 2kbp, 3kbp, 4kbp, 5kbp, 6kbp, 7kbp, 8kbp를 나타낸다. 우리의 실험에서 vector는 5.5kbp이고 insert는 715bp임으로 PCR의 경우 715bp에만 선이 나타나야 하고, enzyme 처리한 것은 5.5kbp와 715bp에 선이 나타나야 한다. enzyme처리한 것의 경우 올바르게 결과가 나왔지만 아쉽게도 PCR에 대한 결과는 아예 나타나지 않았다.9. 토의PCR의 결과가 나오지 않은 것은 마이크로피펫을 이용해서 용액들을 혼합 할 때 잘못 혼합을 했거나 전기영동이 아예 제대로 이루어 진 것 같지 않다.10. 알아볼 점1) 아가로스젤 전기영동법‘4. 실험에 필요한 지식 및 이론’에서 언급2) SDS-PAGE황산도데실나트륨 폴리아크릴아미드 겔 전기영동법(SDS-PAGE)도 역시 유용한 전기영동법.

공학/기술| 2009.02.26| 6페이지| 2,000원| 조회(2,332)

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Restriction Enzyme & PCR 보고서 평가B괜찮아요

생물 실험 보고서1. 실험제목Restriction Enzyme Digestion & Polymerase Chain Reaction(PCR)2. 실험날짜2007년 10월 18일 목요일3. 실험목적DNA를 효소를 이용하여 절단한다.DNA를 효소를 이용하여 증폭한다.4. 실험에 필요한 지식 및 이론Restriction Enzyme Digestion?생체 내에서는 필요에 따라 Nucleic acid를 합성하기도 하지만 때로는 분해도 한다. 분해의 방법중 제일 대표적인 것은 없애야할 Nucleic acid를 잘라버리는 것이다. Nucleic Acid를 자른다는 것은 nucleotide들이 연결되어 있는 phosphodiester bond를 끊어내는 것을 의미한다. 이런 역할을 하는 효소를 nuclease라고 하며 바깥쪽 에서부터 자르는가 안쪽을 자르는가에 따라서 각각 exonuclease, endonuclease라고 부른다. Endonuclease의 대표적인 것이 바로 제한효소(restriction enzyme, restriction endonuclease)이며, DNA에 존재하는 특정한 염기서열을 인식하고 인식한 서열부위 또는 그 근처에 존재하는 특정부위를 절단한다. 제한효소는 원래 세균이 자신의 세포 내로 침입해 들어오는 바이러스와 같은 외부 DNA를 제거하기 위한 방어기전으로 가지고 있는 것이며, 자신의 DNA는 절단부위의 염기(adenine, cytosine)를 Methylation시켜서 자신의 제한효소가 자신의 DNA를 자를 수 없게 보호하고 있다. 제한효소는 여러 종류가 있는데, 보통 DNA 상에서 4개 이상의 대칭성 염기를 인식하면서 절단한다.제한효소는 두 가지 class로 나뉜다.type I 은 특별한 서열을 인식하지만 target site 이외의 다른 곳을 자르고 type II 는 인식한 범위 내에서만 자른다. 따라서 유전공학에서는 type II를 이용하고 있다.Type II 가 두 개의 단일가닥을 자를 때 두 가지 형태의 잘린 단편이 나타난다.① 대칭면의 중심이 잘리는 경우 (blunt end, flush end)② 대칭면의 주위가 잘리는 경우 (sticky end, cohesive end, 5'-overhang end)?Restriction Enzyme의 이용대부분의 제한효소는 4개, 5개, 또는 6개의 염기서열을 인식하는데, 이에 따라 DNA 상에 인식부위가 나타나는 빈도가 달라진다. 즉 6개의 염기서열을 인식한다면 이론상 46 = 4096 base pair 마다 한 번씩 출현하게 된다. 제한효소가 인식할 수 있는 부위는 palindromic sequence, 즉 앞으로 읽으나 뒤로 읽으나 염기서열이 같은 모양을 하고 있는 것이 특징이다. 잘린 후의 DNA 모양은 5'-overhang cohesive end, 3'-overhang cohesive end(sticky end) 또는 blunt end가 만들어질 수 있으므로 목적에 따라서 잘 선택해서 사용해야 한다.?예1) Eco RI 효소의 절단 부위: cohesive end 형성5'--GAATTC--3' → 5'--G AATTC--3'3'--CTTAAG--5'??? 3'--CTTAA G--5'예2) Sma I 효소의 절단 부위: blunt end 형성5'--CCCGGG--3' → 5'--CCC GGG--3'3'--GGGCCC--5'? ??3'--GGG CCC--5'?Unit Definition?제한효소 1 unit는 1 μg의 DNA를 최적 온도에서 한 시간에 절단할 수 있는 양이다.?*제한효소 활성 1u는 각 효소 반응액 50μg중 원칙적으로 37℃에서 한시간에 1μg의 λDNA를 완전 분해하는 양으로 한다.Polymerase chain reaction(PCR)PCR technique은 1980년대 중반 K. Mullis에 의해서 고안된 기술이다. 이 PCR techinique은 유전자를 연구, 분석하는 분자유전학에 혁신을 일으켰다. 유전자를 분석하고 연구하는데 있어서 가장 큰 문제점은 복잡한 전체 genome중에 연구하고자 하는 유전자가 희귀하다는 것인데, PCR은 특정 DNA Sequence의 copy수를 기하급수적으로 증폭시킬 수 있다.PCR은 DNA polymerase에 의한 DNA 복제의 특징을 이용한다. DNA polymerase가 외가닥 DNA를 주형으로 해서 상보적인 DNA를 합성한다. 이러한 외가닥 DNA는 두가닥 DNA를 끓임(denature, 변성)으로써 간단하게 얻을 수 있다. DNA polymerase가 DNA합성을 시작하게 위해서는 시작부위가 두가닥 DNA로 되어 있어야한다. 따라서, 증폭시킬 DNA sequence의 양 끝에 상보적으로 결합할 수 있는 작은 DNA조각(oligonucleotide primer)을 함께 넣어주면 이 primer가 특정 DNA sequence의 양 끝에 가서 결합(anneal)해 DNA polymerase가 DNA 합성을 시작할 수 있도록 해준다. 일단 primer가 결합한후에는 DNA polymerase의 작용으로 DNA 합성이 반대편 끝까지 진행(extend)된다. 이렇게 1)denature, 2)anneal, 3)extend가 한 cycle이 된다. 다음 cycle에서 original DNA와 새로 합성된 DNA가 분리되어 외가닥 DNA 주형이 된다. 따라서, n cycles 후에, 이론적으로 2n의 두가닥 DNA가 존재하게 된다.DNA를 변성시키면 DNA polymerase 도 같이 변성되므로 매 cycle마다 DNA polymerase를 넣어주어야 했었다. 그러나, Thermus aquaticus라는 온천에 사는 세균이 발견되면서 이 문제는 해결되었다. 이 세균의 DNA polymerase(Taq polymerase)는 72가 최적온도이며, 94에서도 안정하다. 따라서, Taq polymerase를 사용하면 매 cycle마다 DNA polymerase를 다시 넣지 않아도 된다.5. 실험 재료 및 기구Restriction Enzyme Digestiontube(1.5ml) : 1개절단하고자 하는 DNA?(~1ug) ?: 2㎕10x 반응완충용액??? :? 3㎕Barm HⅠ (10 units/㎕)? :? 0.5㎕xhoⅠ(10 units/㎕) : 0.5㎕증류수?? :??24㎕Polymerase chain reaction(PCR)PCR 전용 tube : 1개10Xbuffer : 5㎕dNTP(2.5mM/㎕) : 1㎕template(20ng/㎕) : 1㎕forward primer(10pmole/㎕) : 1㎕reverse primer(10pmole/㎕) : 1㎕Taq polymerase(5unit/㎕) : 0.5㎕dH2O : 40.5㎕6. 실험방법Restriction Enzyme Digestion1. DNA와 buffer, dH2O를 먼저 섞고 마지막에 제한효소를 넣는다.2. 기포가 생기지 않게 주의하면서 섞는다.3. 약 3~5초간 briefly centrifuge하여 반응할 재료들이 바닥에 모이도록 한다.* 피펫팅 에러에 주의하자!(특히 글리세롤 물질일 경우 피펫끝을 표면에 살짝 닿게 해서 피펫팅을 한다.)* 위와 같은 혼합물을 시험관에 넣을 때에는 보통 효소를 가장 마지막에 넣는 것이 좋다.* 효소는 -20°C에서 50% glycerol이 들어있는 완충액내에서 안정하게 존재하므로 반드시 냉동실에 보관하고 실온에 노출되는 시간을 가능한 한 줄인다.* negative control : 효소만 제외한 다른 component들은 모두 넣고 반응 시켜서 DNA가 잘라지지 않는 것을 확인한다.Polymerase chain reaction(PCR)1. 얼음을 준비해서 미리 10Xbuffer 와 dNTP, primer, template(RTBP/pBluescript)를 녹인다.(RTBP는 pbluescript 에 들어가 있으며 Top3의 크기는 2kb)*negative control 로 pBluescript를 사용.2. PCR tube에 10Xbuffer 5㎕, dNTP(2.5mM/㎕) 1㎕, template(20ng/㎕) 1㎕, forward primer(10pmole/㎕) 1㎕, reverse primer(10pmole/㎕) 1㎕, Taq polymerase(5unit/㎕) 0.5㎕, dH2O 40.5㎕를 넣는다.

공학/기술| 2009.02.26| 6페이지| 2,000원| 조회(500)

PCR, restriction enzyme, 공학생물학실험

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